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 Diagnostika
Human Medizin - Veterinär Medizin

BioRépair GmbH
Blumenstraße 4 - 74889 Sinsheim
Tel 0700 44433322
Fax 0700 99887767


PARASITOLOGIE Antikörpernachweis

GME Borrelia burgdorferi ELISA

Enzymimmunassay für den Nachweis von Antikörpern (IgG und / oder IgM) gegen Antigene von Borrelia Spezies (burgdorferi sensu stricto, afzelii,) im Serum oder Liquor

Anwendung

Dieser Anti-Borrelia IgG / IgM EIA ist für den in-vitro Nachweis von IgG (quantitativ) and IgM (qualitativ) Antikörperklassen (Serum oder Liquor) gegen eine Mischung von gereinigten Antigenen (nativ) hergestellt aus ausgewählten Stämmen von zwei Borrelia Spezies: B. burgdorferi sensu stricto und B. afzelli. Die Testergebnisse unterstützen damit die Diagnose einer Lyme Borreliose...

EINLEITUNG

Die Bakterien (Spirochäten) gehören der Gruppe Borrelia burgdorferi sensu lato an, und sind verantwortlich für eine Multi Systemerkrankung bekannt als Lyme Disease (LD; Lyme Borreliose)(1,2). Wie alle anderen langsam wachsenden Mikroorganismen z.B. Mycobacterium sp. oder Helicobacter sp., verursacht Borrelia burgdorferi sensu lato eine typische, persistierende Infektion. Dieser Organismus ist ein aus einer Tierseuche stammendes Humanpathogen, welches durch Zecken vom Genus Ixodes übertragen wird (3). Beides, genetisch und bezüglich seiner Antigenität representiert B. burgdorferi sensu lato eine sehr heterogene Gruppe von Organismen. Basierend, auf den Unterschieden in den chromosomalen Sequenzen und den Plasmidsequenzen, sowie auf Untersuchungen der Proteine der äußeren Membran, ist diese Gruppe in verschiedene Genogruppen (Spezies) unterteilt worden. Davon sind wenigstens drei Spezies (B. burgdorferi sensu stricto, B. afzelii, B. garinii) als Humnapathogen erkannt worden. Diese drei Spezies zeigen eine bevorzugte Assoziation mit verschiedenen klinischen Komplikationen. Arthritis scheint hauptsächlich mit B. burgdorferi sensu stricto assoziiert zu sein und Neuroborreliose ist mit B. burgdorferi sensu stricto and B. garinii Infektionen assoziiert; während B. afzelii häufig mit späten Hautmanifestationen der LD assoziiert ist (4,5,6). Epidemiologische Studien haben gezeigt, daß B. burgdorferi sensu stricto Stämme hauptsächlich in den USA gefunden werden, während Stämme von B. burgdorferi sensu stricto, B. afzelii and B. garinii in europäischen Ländern isoliert worden sind. Neben diesen drei Spezies, sind Stämme, die zur Spezies B. bissettii gehören, in Slovenien und in den USA vom Menschen isoliert worden; ihre Rolle bei der LD bleibt noch zu klären (7).

Die Lyme Borreliose kann behandelt werden und dazu ist eine prompte Diagnose für eine effektive Behandlung wichtig. In endemischen Gebieten können Fälle von LD mit typischen Hautmanifestationen (Erythema chronicum migrans) allein durch die klinischen Anzeichen diagnostiziert werden. Ist eine typische Hautentzündung oder ist die Krankengeschichte von einem Zeckenbiß nicht vorhanden, sind die Symptome der frühen LD nicht spezifisch und so ist die Diagnose auf der Basis der klinischen Befunde schwierig. Auch während der Spätphase (Karditis, Arthritis, Neuroborreliose etc.) sind die Symptome nicht spezifisch und sind vielen anderen Erkrankungen ähnlich, so daß für eine definierte Diagnose der LD in Verdachtsfällen die Bestätigung durch das Labor wesentlich ist. Gegenwärtig wird in klinischen Routinelabors der Nachweis von Anti-Borrelia-(IgG/IgM)-Antikörpern in Körperflüssigkeiten als Standardmethode zur Unterstützung der Diagnose von LD aufgrund klinischer Befunde. Es werden serologische Methoden wie die indirekte Immunfluoreszenz-Methode, der Enzymimmunassay (EIA) und die Western Immunoblot-Methode benutzt, um die Anti-Borrelia Antikörper zu bestimmen. Der Anwendungsnutzen eines serologischen Tests für den Nachweis von Borrelia-spezifischen Antikörpern ist abhängig vom Typ der Antigenpräparation, das zu diesen Testzwecken verwendet wird. Die Muster der Anti-Borrelia Antikörper, die bei infizierten Menschen beobachtet werden, zeigen einen Grad an Polymorphismus, welcher entweder eine Evolution der menschlichen Immunantwort oder die Antigenshift des infizierenden Borrelia-Stammes reflektiert. Eine Anzahl wichtiger immundominanter Borrelia-Proteine sind den pathologischen Stadien der Erkrankung zugeordnet worden. Während der Frühphase der LD ist die Antwort der IgM-Antikörper gegen das äußere Membranprotein C (Osp C) und / oder Flagellinprotein gerichtet (8-10), und wenn die Krankheit weiter fortschreitet diversifiziert die Antwort der Antiköper und andere Proteine sind mitbeteiligt. Ein chromosomal codiertes Borrelia-Protein p100 (Synonym p94 / p83) ist als Marker für das Spätstadium der LD gefunden worden(11,12). Es besteht allgemeine Übereinstimmmung, daß in der Routine für die Serodiagnose von LD, eine Antigenmischung an Stelle von gereinigten einzelnen Borrelia-Antigenen (native oder recombinant) notwendig ist; die Antigenmischung muß Proteine enthalten wie Osp C, p39 (BmpA), p41 and p100. Eine Anzahl von konservierten Borrelia-Proteine, wie -Hitze-Schockproteine (60 bis 70 k Da) und Teile des 41 k Da Flagellin tragen Epitope, die sie mit anderen Bakterien gemeinsam haben. Die Anwesenheit dieser Proteine in der Antigenmischung führt zu falsch-positiven Resultaten in serologischen Untersuchungstests (13-15).

Es ließ sich zeigen, daß Isolate / Stämme die den drei bekannten Borrelia Spezies angehören, Unterschiede in der Expression (reduzierte Mengen oder sogar einen Komplettausfall) von einem oder mehrerer diagnostisch wichtiger Antigene aufweisen können , wie Osp C (16). Serologische Tests, die auf intakten Zellen oder Antigenen, hergestellt von solchen Isolaten, sind im Sinne diagnostischer Sensitivität schwächer. Zusätzlich gibt es Beweise, daß Unterschiede in der Reaktivität von Seren existieren gegenüber homologen Proteinen (wie Osp C, Osp A , p83/100, p39) die von Isolaten stammen, die die drei pathogenen Borrelia Spezies repräsentieren (17,18); dies erschwert die Herstellung einer optimalen Antigenpräparation für die Serodiagnose von LD.

Dieser EIA für den Nachweis von Anti-Borrelia IgG/IgM Antikörpern basiert auf einem einzigartigen Herstellungsverfahren der löslichen Antigene, die gereinigt wurden aus individuellen Stämmen B. burgdorferi sensu stricto, und B. afzelii. Die Antigene sind immobilisiert mit einer Methode, die eine homogene Verteilung der verschiedenen Proteine ermöglicht, die in der Antigenmischung enthalten sind. Eine Vorinkubation der Testprobe in einem Proben-Verdünnungspuffer, der ein Ultrasonikat von Treponema phagedenis enthält (im Kit enthalten) eliminiert (minimiert) falsch-positive Signale, die durch die mögliche Präsenz von kreuz-reagierenden Antikörpern gegen Antigene, die gemeinsam bei anderen Bakterien auftreten.

PRINZIP

Dieser Borrelia EIA ist ein Standard-Enzymimmunassay vom Typ indirekter Sandwich, der eine Mischung löslicher Antigene enthält, gereinigt aus ausgewählten Stämmen der bekannten pathogenen Borrelia Spezies (burgdorferi sensu stricto und afzelii). Die Antigenzusammensetzung enthält alle diagnostisch wichtigen Borrelia-Proteine. Die Antigene sind auf der festen Phase einer 96-Loch Mikrotiterplatte immobilisiert, mit einer Methode, die homogene Verteilung der Antigene ermöglicht. Wenn die Testprobe Borrelia-spezifische Antikörper enthält, binden diese in der ersten Inkubationsphase an die Antigene. Anschließend werden die Vertiefungen gewaschen, und in die gewaschenen leeren Vertiefungen wird horseradish peroxidase-markiertes Anti-human IgG oder IgM Konjugate pipettiert, die sich an die fixierten Borrelia-Antikörper während des zweiten Inkubationsschritts anlagern. Das ungebundene Konjugat wird durch Waschen der Vertiefungen entfernt und in die Vertiefungen wird chromogenes Substrat TMB (Tetramethylbenzidin) pipettiert. Das farblose Substrat geht durch in den Vertiefungen gebundenes Enzymkonjugat in eine blaue Farbe über. Die Reaktion wird durch Zugabe einer Stopplösung gestoppt, dabei verändert sich die blaue Farbe in eine gelbe Farbe. Die Intensität der gelben Farbe, die spektrophotometrisch (bei 450 nm) gemessen wird, ist proportional zur Konzentration der im den Vertiefungen gebundenen Antikörpern. Der Proben-Verdünnungspuffer, der ein Ultrasonikat an Treponema phagedenis enthält, eliminiert kreuz-reagierende Antikörper (wenn vorhanden) in der Testprobe. Bei der IgM-Untersuchung wird die Testprobe mit Rheuma Faktor (RF) Absorbens (Anti human IgG), welcher an die in der Probe vorhandenen IgG Antikörper bindet, um einen Immunkomplex zu bilden. RF (wenn vorhanden) wird entfernt durch die Bildung des resultierenden Immunkomplexes. Darüber hinaus wird durch das Entfernen der Borrelia-spezifischen IgG Antikörper aus der Testprobe auch die IgM Spezifität erhöht.

PACKUNGSINHALT

Der Kit enthält ausreichend Reagenzien für 2 x 96 Bestimmungen.
2 Stck Mikrotiterplatte (96 Vertiefungen mit 12x8 Streifen, abbrechbar) in einem Halterahmen. Jede Vertiefung ist beschichtet mit einer Mischung von Antigenen, hergestellt aus 2 Borrelia Spezies (burgdorferi sensu stricto / afzelii); Die Platte ist mit Trockenmittel verpackt.;Gebrauchsfertig.
80 ml Probenverdünnungspuffer. Eine proteinenthal-tende Lösung mit Zusatz an Treponema phagedenis (Blaue Farbe); Gebrauchsfertig.
15 ml Rheumafaktor (RF); IgG Absorbens. Eine proteinenthaltende Lösung, die Ziege Anti-human IgG (heavy chain specific) enthält, optimiert für die IgM Untersuchung.
2 ml IgG Positive Kontrolle. Humanserum mit reaktiven IgG Antikörpern gegen Borrelia-Antigene (Rote Farbe); Gebrauchsfertig.
2 ml IgG Cut-off Kontrolle ; Humanes Cut-off Serum (Gelbe Farbe); Gebrauchsfertig.
2 ml IgG Negative Kontrolle. Humanserum nicht reaktiv gegen Borrelia-Antigene. (Blaue Farbe); Gebrauchsfertig.
2 ml IgM Positive Kontrolle. Humanserum mit IgM Antikörpern reaktiv gegen Borrelia-Antigene (Rote Farbe); Gebrauchsfertig.
2 ml IgM Negative Kontrolle. Humanserum nicht reaktiv gegen Borrelia-Antigene (Blaue Farbe); Gebrauchsfertig.
15 ml IgG Konjugat (HRP); Anti-human IgG (Kaninchen) markiert mit "horseradish peroxidase" in einer proteinhaltigen Lösung mit Natriumazid; Gebrauchsfertig.
15 ml IgM Konjugat (HRP); Anti-human IgM (Kaninchen) markiert mit "horseradish peroxidase" in einer proteinhaltigen Lösung mit Natriumazid; Gebrauchsfertig.
2x15ml TMB Substrat. Eine Lösung mit Wasserstoffperoxid und Tetramethylbenzidin in einer braunen Flasche; Gebrauchsfertig.
2x15ml Stopplösung. Verdünnte Schwefelsäure (0.3 M), farblos; Gebrauchsfertig.
2x100ml Waschlösung, (10x Koncentrat), farblos.
1 Stck Plattenabdeckfolie
1 Stck Graphisches Auswerteblatt (IgG)
1 Stck Chargenspezifisches Analysenzertifikat
1 Stck Arbeitsanleitung


BENÖTIGTE; ABER NICHT MITGELIEFERTE MATERIALIEN
  • Mikropipetten/Mehrkanal-Pipette einstellbar für 100 µl.
  • Teströhrchen für die Probenverdünnungen.
  • Inkubator (37°C).
  • Manuell oder automatisches Waschgerät für die Vertiefungen.
  • Spektrophotometer zum Messen der Mikrotiterplatten (450 nm Filter).
AUFBEWAHRUNG
  • Den Kit bei 2-8°C lagern.
  • Den Kit nicht über das Verfallsdatum hinaus verwenden.
  • Sicherstellen, daß die antigenbeschichtete Platte sorgfältig nach jedem Gebrauch mit Trockenbeutel verschlossen wird und weiter bei 2-8°C gelagert wird..
  • Einmal geöffnet, sind die Kit-Komponenten stabil bis zum Verfallsdatum, wenn sachgemäß gelagert wird. Vermeide Kontaminationen.
  • Keine Einzelkomponenten von anderen Kits oder anderen Chargen kombinieren.
TESTPROBEN

Es können Serumproben und Liquor verwendet werden. Frisch gewonnenes Serum kann sofort getestet werden oder bei 2-8°C bis zu 14 Tagen aufbewahrt werden. Die Seren können auch bei -20°C für mehrere Monate aufbewahrt werden. Wiederholtes Auftauen und Einfrieren kann die Resultate beeinflußen. Keine hitzeinaktivierten, lipämischen oder kontaminierten Seren verwenden.

VORSICHTSMASSNAHMEN

Die Kit-Komponenten sind nur für den in vitro-Gebrauch vorgesehen.

Die Kontrollseren des Tests sind aus Seren hergstellt, die auf HBsAg, HIV- und HCV-Antiköper negativ getestet wurden. Normale klinische Vorsichtsmaßnahmen sollten immer beachtet werden. Der Anwender sollte beim Umgang mit Patientenseren oder serumenthaltenden Produkten Untersuchungshandschuhe tragen.

Vermeide den Kontakt von TMB-Substrat und Stopplösung mit der Haut oder Schleimhäuten.

Alle Lösungen vor dem Entsorgen autoklavieren.

REAGENZIENVORBEREITUNG

Die Arbeitslösung des Waschpuffers wird durch Verdünnen des Waschkonzentrates (10X) von einer Flasche (100 ml) auf einen Liter mit destilliertem Wasser. (100 ml Konzentrat, 10x plus 900 ml destilliertem Wasser) hergestellt.

Alle anderen Reagenzien sind gebrauchsfertig.

TESTDURCHFÜHRUNG1

  1. Testkit mit allen Komponenten auf Zimmertemperatur bringen.
  2. Benötigte Anzahl der Mikrotiterstreifen in den Halterahmen einsetzen. Die nicht benötigten Mikrotiterstreifen zusammen mit dem Trockenmittel sofort luftdicht im Verbundfolienbeutel verschließen und im Kühlschrank lagern.
  3. Die Kontrollseren sollten bei jedem Testdurchlauf doppelt pipettiert werden.
  4. Die Kontrollseren sind gebrauchsfertig. Also nicht verdünnen, sondern direkt in die Vertiefungen pipettieren.
  5. Die Patientenproben (Serum oder Liquor) mit Probenverdünnungspuffer verdünnen:
    1. Vorverdünnung der Patientenprobe in einem Reaktionsröhrchen (Manuell / Automaten):
      • SerumPatientenserum im Verhältnis 1:51 vorverdünnen, dazu pro Reaktionsgefäß 10 µl Patientenserum zu 500 µl Probenverdünnungspuffer zugeben. Gut mischen (Vortex) und 30 Minuten bei Raumtemperatur inkubieren.
      • LiquorPatientenliquor im Verhältnis 1:5 vorverdünnen, dazu pro Reaktionsgefäß 50 µl Liquor zu 200 µl Verdünnungspuffer zugeben. Gut mischen (Vortex) und 30 Minuten bei Raumtemperatur inkubieren.
    2. Endverdünnung der Patientenproben entweder
      A: in Reaktionsgefäßen
      B: direkt in der Platte
      1. Endverdünnung im Reaktionsgefäß
        • Seruma
          1. IgG Bestimmung: Die Endver-dünnung der IgG Serumprobe in einem zweiten Reaktionsgefäß ist beim Ansatz von 100 µl der 1:51 Vorverdünnung mit 300 µl Proben-verdünnungspuffer dann 1:204. Diese Endverdünnung innerhalb von 10 Minuten in die Vertiefungen pipettieren (100 µl/well).
          2. IgM Bestimmung: Die Endver-dünnung der IgM Serumprobe in einem zweitem Reaktionsgefäß ist beim Ansatz von 100 µl der 1:51 Vorverdünnung mit 100 µl RF Absorbens dann 1:102. Diese Endverdünnung durchmischen (Vortex) und bei Zimmertemperatur für 15 Minuten inkubieren.
        • Liquora
          1. IgG Bestimmung: Die Endver-dünnung der IgG Liquorprobe in einem zweiten Reaktionsgefäß ist beim Ansatz von 100 µl der 1:5 Vorverdünnung mit 300 µl Probenverdünnungspuffer dann 1:20. Diese Endverdünnung innerhalb von 10 Minuten in die Vertiefungen pipettieren (100 µl/well).
          2. IgM Bestimmung: Die Endver-dünnung der IgM Liquorprobe in einem zweiten Reaktionsgefäß ist beim Ansatz von 100 µl der 1:5 Vorverdünnung 100 µl f RF Absorbens dann 1:10. Diese Endverdünnung durchmischen (Vortex) und bei Zimmertemperatur für 15 Minuten inkubieren.
      2. Endverdünnung in der Platte (Automaten)

        Die direkte Verdünnung in der Platte ist nur bei Verwendung von automatischen Pipettier-geräten geeignet.
        • Seruma
          1. IgG Bestimmung: Zuerst 75 µl Probenpuffer in den Vertiefungen vorlegen und anschließend 25 µl der 1:51 Serumvorverdünnung zupipettieren (Endverdünnung 1:204). Gut mischen.
          2. IgM Bestimmung: Zuerst 50 µl RF Absorbens in den Vertiefungen vorlegen und anschließend 50 µl der 1:51 Serumvorverdünnung zupipettieren. (Endverdünnung 1:102). Gut mischen.
        • Liquora
          1. IgG Bestimmung: Zuerst 75 µl Probenpuffer in den Vertiefungen vorlegen und anschließend 25 µl der 1:5 Liquorvorverdünnung zupipettieren (Endverdünnung 1:20). Gut mischen.
          2. IgM Bestimmung: Zuerst 50 µl RF Absorbens in den Vertiefungen vorlegen und anschließend 50 µl der 1:5 Liquorvorverdünnung zupipettieren (Endverdünnung 1:10). Gut mischen.
  • Patientenprobenverdünnungen (100 µl/well) und Kontrollen (100 µl/well) in die Vertiefungen der Mikrotiterplatten pipettieren.
  • Die Mikrotiterstreifen mit der mitgelieferten Plastikfolie abkleben und dann bei 37°C für 30 Minuten inkubieren.
  • Die Kontrollen und Serumverdünngen aus den Vertiefungen absaugen. Die Vertiefungen 4-mal mit Waschpuffer waschen ohne Zwischeninkubation (pro Vertiefung mit 300 µl Waschpuffer). Anmerkungen: Vertiefungen nicht austrocknen lassen. Die genau Ausführung der Waschschritte ist für den optimalen Testablauf Voraussetzung.
  • Gebrauchsfertiges IgG Konjugat (100 µl) für die IgG Bestimmung und gebrauchfertiges IgM Konjugat (100 µl) für die IgM Bestimmung in jede Vertiefung pipettieren. Die Mikrotiterstreifen mit einer Plastikfolie abkleben und bei 37°C für 30 Minuten inkubieren.
  • Nach Beendigung der zweiten Inkubation Konjugate aus den Vertiefungen absaugen. Die leeren Vertiefungen 4 mal mit Waschpuffer waschen wie bei Schritt 8.
  • 100 µl TMB Substratlösung in alle Vertiefungen pipettieren und bei Zimmertemperatur im Dunkeln für 30 Minuten inkubieren (Positive Proben zeigen eine schwache bis starke Blaufärbung).
  • Stopplösung (100 µl/well) zum Abstoppen der Reaktion in jede Vertiefungen dazupipettieren (Positive Proben zeigen eine schwache bis starke Gelbfärbung).
  • Die Extinktion in einem Photometer bei 450 nm (Wenn Zweistrahlphotometer: Referenzwellenlänge bei 600 nm oder mehr) messen. Die Extinktionsmessung innerhalb von 15 - 30 Minuten nach Zugabe der Stopplösung durchführen.
QUALITÄTSKONTROLLE (VALIDIERUNG)

Jeder Kit enthält Cut-off, positve und negative Kontrollen für die IgG Bestimmung, sowie positve and negative Kontrolle für die IgM Bestimmung. Alle Kontrollen sind bei jedem Testdurchlauf mitzuführen. Folgende Kriterien müssen erfüllt sein, damit der Test ausgewertet werden kann.

IgG Bestimmung:
  1. Der OD-Mittelwert der negativen Kontrolle sollte < 0.2 sein. In einigen Fällen kann die negative Kontrolle einen negativen Extinktionswert aufweisen.
  2. Der OD-Mittelwert der positiven Kontrolle muß den 1.5-fachen Wert der Absorption der Cut-off Kontrolle aufweisen.
  3. Der OD-Mittelwert der Cut-off Kontrolle muß zwischen 0.15 und 0.3 liegen.
IgM Bestimmung:
  1. Der OD-Mittelwert der negativen Kontrolle sollte < 0.2 sein. In einigen Fällen kann die negative Kontrolle einen negativen Extinktionswert aufweisen.
  2. Der OD-Mittelwert der IgM positiven Kontrolle muß oberhalb des Wertes liegen, der auf dem beiliegenden chargenspezifischen Analysenzertifikat angegeben ist.
  3. Der berechnete chargenspezifische Cut-off Wert ist auf dem beiliegenden Analysenzertifikat angegeben. Ein laborinterner Cut-off Wert berechnet sich aus dem Mittelwert des dreifachen OD-Wertes der negativen Kontrolle (NC) plus dem chargenspezifischen Cut-off Faktor (COF).
Laborinterner IgM Cut-off = (NC1 + NC2 + NC3):3 + COF

AUSWERTTUNG

A. Qualitativ
  1. Nach Messung aller Extinktionen wird der Mittelwert der Blanks von den Extinktionen der Kontrollen und Proben abgezogen. Die Extinktion des Blank-Mittelwertes darf nicht höher als 0,100 liegen.
  2. Die mittleren Extinktionswerte für die IgG Cut-off Kontrolle berechnen. Der berechnete IgM Cut-Off Wert und COF (Chargenspezifisch) ist auf dem beiliegenden Analysenzertifikat angegeben.
  3. Patientenproben mit einer Extinktion oberhalb oder gleich des Cut-off Wertes sind als positiv für Borrelia-spezifische IgG Antikörper zu bewerten. Extinktionwswerte unterhalb des Cut-off Wertes sind als negativ zu bewerten.
B. Borrelia IgG Quantifizierung
  1. Die mittleren Absorptionswerte für die zweifach mitgeführten positiven und Cut-off Kontrollen berechnen.
  2. Zur Erstellung einer Standardkurve sollte das beigefügte, halblogarithmische Papier verwendet werden. Die Absorptionswerte der positiven Kontrolle und der Cut-off Kontrolle gegen die EIA Einheiten (EU), wie sie auf dem Analysenzertifikat angegeben sind, auftragen und die beiden Punkte verbinden.
  3. Die Absorptionswerte jeder Probe auf der ermittelten Standardkurve markieren und als EIA Einheiten (EU) ablesen.
INTERPRETATION DER RESULTATE
  • Die Borrelia EIA Ergebnisse sollten immer im Zusammenhang mit der klinischen Symptomatik interpretieren werden.
  • Eine Serokonversion von "negativ" bei der ersten Probe nach "positiv" bei der zweiten Probe ist ein Hinweis auf eine frische Infektion.
  • Ein positiver IgM-Befund (ohne IgG) wird häufig im Frühstadium der Lyme Borreliose beobachtet. Ein isoliert positiver Befund ist sehr selten in der späten Phase.
GRENZEN DER NACHWEISMETHODE
  1. Bei einigen Patienten setzt die Antikörperantwort (IgG oder IgM) relativ spät ein (mehrere Wochen nach dem Zeckenbiß). Ein negativer Befund schließt im Inkubationsstadium eine Borrelia-Infektion nicht aus.
  2. Eine Antibiotikatherapie während der frühen Phase der Erkrankung kann die Entwicklung einer spezifischen Antiköperantwort hemmnen.
  3. Die Ergebnisse des Tests sollten im Zusammenhang mit den epidemiologischen Faktoren, den Krankheitssymptomen und der Krankengeschichte des Patienten ausgewertet werden.
  4. Immunoassays mit Antigenen hergestellt aus verschiedenen Borrelia Spezies / Isolaten oder Stämmen können zu unterschiedlichen Resultaten führen.
  5. Kontaminierte oder lipämische Patientenseren können zu falschen Resultaten führen.
  6. Aufgrund der Antigenverwandschaft von Borrelia-Antigenen mit Antigenen von Treponema pallidum (Syphilis) oder anderen Bakterien, wie B. recurrentis, B. duttonii, B. hermsii, können Kreuzreaktionen auftreten. Durch die Vorabsorption der Proben mit einem Ultrasonikat von Treponema phagedenis , das im Probenverdünnungspuffer enthalten ist, können falsch-positive Resultate durch Syphilis Antikörper eliminiert werden (jedoch können in Fällen mit extrem hohen Konzentrationen an Syphilis Antikörpern falsch-positive Resultate auftreten).
  7. Proben von Patienten mit infektiöser Mononukleose können falsch-positiv reagieren bezüglich der Borrelia-spezifischen Antikörper als Resultat einer unspezifischen Stimulation ihrer B-Lymphozyten.
ERWARTETE WERTE

Patienten ohne Anzeichen, Symtome oder klinischer Historie einer Borreliose sollten in diesem Test negative Befunde aufweisen. Bei Patienten mit Erythema chronicum migrans als einzigem Symptom waren ungefähr 50% Antikörper positiv bei der ELISA Testung.
Patienten mit neurologischen, kardinalen oder anderen Symptomen zeigten eine bedeutend höhere Seropositivität im Bereich von 70 - 100%. Der Titer der Immunantwort scheint nicht mit Symptomen oder der Prognose zu korrelieren.

LEISTUNGSMERKMALE

Der Borrelia IgG,IgM ELISA wurde in einem externen Labor in Deutschland im Vergleich zu einem kommerziell erhältlichen polyvalenten Borrelia ELISA evaluiert. 194 Personen ohne erkennbare Borrliose wurden auf IgG- und IgM-Antikörper gegen Borrelien analysiert. Die Ergebnisse sind in Tabelle 1 zusammengefasst. Die Spezifität des Borrelia IgG und IgM lag bei 97,7 % (190/194) bzw. 96,9 % (187/194). Grenzwertige Ergebnisse wurden als negativ eingestuft. Bei Zusammenlegung der beiden ELISAs wird eine Spezifität von 94,8 % (184/194) erreicht, der Referenztest zeigt eine vergleichbare Spezifität von 96,9 %.
Klinische Proben von insgesamt 84 Patienten mit einer zurückliegenden und/oder akuten Borrelieninfektion wurden mit dem Borrelia IgG, IgM ELISA und dem Referenz-ELISA getestet. Die Ergebnisse sind in Tabelle 2 dargestellt und zeigen eine Übereinstimmung der beiden Testsysteme von 91 % (62/68).

KREUZREAKTIVITÄT

Zur Untersuchung der Kreuzreaktivität wurden 10 positive Syphilis-Seren herangezogen. 9 der 10 Seren zeigten im Borrelia IgG, IgM ELISA ein negatives Ergebnis. 1 Serum wies ein schwach positives Borrelia IgG Ergebnis aufgrund sehr hoher TPHA-Titer auf.

REPRODUZIERBARKEIT

Die Reproduzierbarkeit für den Borrelia IgG, IgM ELISA ist unten dargestellt. Für die Bestimmung der Reproduzierbarkeit innerhalb eines Testlaufes wurden 20 Seren vierfach getestet, von Testkit zu Testkit wurden die Seren zweifach an drei verschiedenen Tagen mit drei verschiedenen Kits einer Charge getestet. Sieben repräsentative Proben wurden nach dem Zufallsprinzip ausgewählt und unten dargestellt. Die Standardabweichungen (SA) und die Variationskoeffizienten (VK) wurden aus den O.D.-Werten ermittelt.

BIBLIOGRAPHIE
  1. Burgdorfer, W. 1991. Lyme borreliosis; ten years after discovery of the etiologic agent, B. burgdorferi. Infection 19: 257-262.
  2. Baranton, G., D. Postic, I. Saint Girons, et al. 1992. Delineation of Borrelia burgdorferi sensu stricto, B. garinii sp. nov., and Group VS 461 associated with Lyme borreliosis. Int. J. Syst. Bacteriol., 42: 378-383.Johnson, R.C., G.P. Schmid, F.W. Hyde, A.G. Steigerwalt and D.J. Brenner. 1984. Borrelia burgdorferi sp. nov.: etiological agent of Lyme diseases. Int. J. Syst. Bacteriol. 34: 496-497.
  3. Assous, M.V., D. Postic, G. Paul, et al. 1993. Western blot analysis of sera from Lyme borreliosis patients according to the genomic Spezies of the Borrelia strains used as antigens. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis., 12: 261-268.
  4. Van Dam, A.P., H. Kuiper, K. Vos, et al. 1993. Different genoSpezies of Borrelia burgdorferi are associated with distinct clinical manifestations of Lyme borreliosis. Clin. Infect. Dis., 17: 708-717.
  5. Anthonissen, F.M., M. De Kesel, P.P. Hoet and G.H. Bigaignon. 1994. Evidence for the involvement of different genoSpezies of Borrelia in the clinical outcome of Lyme disease in Belgium. Res. Microbiol. 145: 327-331.
  6. Postic, D., N. Marti Ras, R.S. Lane, et al. 1998. Expanded diversity among California Borrelia isolates and description of Borrelia bissettii sp. nov. (Formerly Borrelia Group DN 127) J. Clin. Microbiol., 36: 3497-3504.
  7. Mathiesen, M.J., M. Christiansen, K. Hansen, et al. 1998. Peptide-based Osp C Enzyme-linked immunosorbent assay for serodiagnosis of Lyme Borreliosis. J. Clin. Microbiol., 36: 3474-3479.
  8. Rauer, S., N. Spohn, C. Rasiah, et al. 1998. Enzyme linked immunosorbent assay using recombinant Osp C and the internal 14 k Da flagellin fragment for serodiagnosis of early Lyme disease. J. Clin. Microbiol., 36: 857-861.
  9. Wilske, B., V. Fingerle, V. Preac-Mursic, et al. 1994. Immunoblot using recombinant antigens derived from different genoSpezies of Borrelia burgdorferi sensu lato. Med. Microbiol. Immunol. (Berlin), 183: 43-59.
  10. Zöller, L., S. Burkhard and H. Schäfer. 1991. Validity of Western immunoblot band patterns in the serodiagnosis of Lyme borreliosis. J. Clin. Microbiol., 29: 174-182.
  11. Wilske, B., V. Preac-Mursic, R. Fuchs, et al.1990. Immunodominant proteins of Borrelia burgdorferi; implications for improving serodiagnosis of Lyme borreliosis. p. 47-63. In H.C. Neu (ed.), New antimicrobiol. strategies, Churchill Livingstone, London.
  12. Bruckbauer, H.R., V. Preac-Mursic, R. Fuchs and B. Wilske. 1992. Cross reactive proteins of Borrelia burgdorferi. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis., 11: 224-232.
  13. Magnarelli, L.A., J.F. Anderson and R.C. Johnson. 1987. Cross-reactivity in serological tests for Lyme disease and other spirochetal infections. J. Infect. Dis., 156: 183-188.
  14. Magnarelli, L.A., J.N. Miller, J.F. Anderson and G.R. Riviere. 1990. Cross-reactivity of nonspecific treponemal antibody in serological tests for Lyme disease. J. Clin. Microbiol., 28: 1276-1279.
  15. Hauser, U., H. Krahl, H. Peters, et al. 1998. Impact of strain heterogeneity on Lyme disease serology in Europe: Comparison of Enzyme-linked immunosorbent assays using different Spezies of Borrelia burgdorferi sensu lato. J. Clin. Microbiol., 36: 427-436.
  16. Mathiesen, M.J., K. Hansen, N. Axelsen, et al., 1996. Analysis of human antibody response to outer surface protein C (Osp C) of B. burgdorferi sensu stricto, B. garinii and B. afzelii. Med. Microbiol. Immunol. 185: 121-129.
  17. Roessler, D., U. Hauser and B. Wilske, 1997. Heterogeneity of BmpA (p39) among European isolates of Borrelia burgdorferi sensu lato and influence of interSpezies variability on serodiagnosis. J. Clin. Microbiol., 35: 2752-2758.
28.06.2005


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